Антибиотикотерапия и проблема нарушений микроэкологии пищеварительного тракта

Главная / Литература / Статьи / Антибиотикотерапия и проблема нарушений микроэкологии пищеварительного тракта22.05.2015

Антибиотикотерапия и проблема нарушений микроэкологии пищеварительного тракта 

(обзор литературы)

 

Микрофлора ЖКТ- основные виды микроорганизмов и функции

Индигенная микрофлора желудочно-кишечного тракта (ЖКТ) человека представляет сбалансированный по составу микробиоценоз, стабильно противодействующий инвазиям и колонизации кишечника патогенными микроорганизмами.     Микрофлора кишечника  колонизирует слизис­тые оболочки, образуя био­пленки, состоящие из микроколоний бактерий и экзополисахаридного матрикса. Важнейшей функцией нормальной микрофлоры кишечника является ее участие в колонизационной резистентнос­ти, под которой понимают совокупность защитных и конкурентных факторов, препятствующих колонизации слизистых оболочек патогенными микроорганизмами. По современным представлениям микробиоценоз желудочно-кишечного тракта человека представлен 17 семействами, 45 родами и примерно 1000 видами микроорганизмов. Среди них облигатных анаэробов (бифидобактерий, бактероидов и др.) примерно в 10 раз больше, чем аэробов (лактобацилл, энтерококков, кишечной палочки). Функции кишечной микрофлоры многогранны, дисбиозы и дисбаланс приводят к многочисленным нарушениям как на местном уровне (непосредственно в кишечнике), так и в организме в целом, вызывая метаболические сбои и «открывая ворота» для инфекций. В настоящее время исследователи рассматривают микробиоту как  самостоятельный «орган» [1,2] с собственной структурой и рядом функций, главными из которых являются:  

- протективная -  микрофлора, колонизируя в организме человека слизистые оболочки, активно конкурирует и подавляет размножение бактериальных патогенов.

- иммуномодулирующая, поддерживает иммунную систему в активном состоянии, стимулирует рост иммунокомпетентных клеток, увеличивает синтез иммуноглобулинов, интерферонов, цитокинов, повышает уровень пропердина и комплемента, увеличивает активность лизоцима и т.д.

-«пищеварительная», ферменты микрофлоры ЖКТ участвуют в процессе пищеварения.

- «синтетическая», участвует в продукции  витаминов группы В, Е, Н, К, и других биологически-активных веществ: аминов, пептидов, дефензинов и др.

- метаболическая функция, которая включает микрофлору ЖКТ в метаболизм белков, липидов, солей (ураты, оксалаты), гормонов, холестерина и т.д.

-  детоксикационная функция - нормальная микрофлора инактивирует  токсические продукты обмена веществ, а также канцерогены, мутагены и другие ксенобиотики.

- микрофлора представляет банк генов и возможность обмена генетической информацией.

Таким образом, трудно переоценить биологическую роль нормальной микрофлоры человека в поддержании колонизационной резистентности, метаболизма, гомеостаза и иммунного статуса. Нарушения в составе и функциях нормальной микрофлоры называют дисбиозами или дисбактериозами. Дисбактериозы имеют различные клинические проявления. В клинике проявляются симптомами диареи, неспецифического колита, дуоденита, гастроэнтерита, хронических запоров и других нарушений функции ЖКТ.  В ротовой полости проявляются как гингивиты, стоматиты и кариес. Дисбактериоз половых органов у женщин протекает в форме вагиноза или вагинита. Ниже мы рассмотрим дисбиотические состояния, возникающие как осложнения антибиотикотерапии с использованием антибиотиков широкого спектра действия.

 

Дисбактериозы, вызванные приемом антибиотиков

К наиболее распространенным причинам, которыми обусловлены дисбиотические состояния, относятся особенности питания, инфекционные заболевания ЖКТ, неспецифические воспалительные процессы, иммунодефицитные состояния и прием антибиотиков. Антибиотикотерапия наиболее важный и значимый фактор развития и поддержания дисбактериозов. В пищеварительном тракте развитие дисбиозов сопровождается не только угнетением роста и размножения части микрофлоры, но и перераспределением популяции в пользу резистентных к неблагоприятным факторам видов микроорганизмов [3].  

Дисбактериозы (дисбиозы) желудочно-кишечного тракта, возникшие в результате антибиотикотерапии, характеризуются подавлением чувствительной к антибиотику части микрофлоры с нарушением баланса микробной ассоциации,  колонизирующей кишечник. Выраженность дисбиозов, связанных с приемом антибиотиков, зависит от механизма и спектра антимикробной активности, дозы и способа введения препарата, а также фармакокинетических и фармакодинамических параметров антибиотика. Обычно у здоровых людей в дистальных отделах тонкой и толстой кишки доминирующими видами являются представители сахаролитической части микрофлоры: бифидобактерии, лактобациллы, анаэробные стрептококки, кишечная палочка, энтерококки и другие виды микроорганизмов. При дисбактериозе соотношение видов в составе ассоциации нарушается, активно размножаются протеолитические  микроорганизмы,  грибы рода Candida и др. Резистентные к антибиотику виды бактерий, которые колонизируют кишечник в условиях подавления чувствительной части микрофлоры, получают селективные преимущества для роста и развития. В составе микрофлоры могут доминировать «экзотические» для данного пациента виды бактерий и грибов, получившие селективные  преимущества в результате подавления роста нормальных обитателей кишечника на фоне антибиотикотерапии. Активизируются условно-патогенные виды бактерий,  присутствующие в содержимом кишечника в небольших количествах, возникают резистентные формы различных энтеробактерий, происходит межвидовой обмен генетической информацией, например, плазмидами, несущими гены антибиотикорезистентности и обеспечивающие клетке-хозяину способность выживать в присутствии подавляющих концентраций антибиотика.

Таким образом, при дисбактериозе наблюдаются качественные и количественные изменения состава микробных ассоциаций в микробиоте. При отмене антибиотика и снижении селективного давления на чувствительную часть ассоциации происходит длительная реставрация «утраченных» видов и восстановление баланса микробиоценоза. В отдельных случаях полное восстановление микробиоценоза без специальной терапии пробиотиками невозможно, и состояние дисбиоза у пациента представляет самостоятельную клиническую проблему.

Действие антибиотиков широкого спектра на индигенную микрофлору кишечника, как правило, не рассматривают в инструкциях по медицинскому применению и монографиях на продукты производителей, однако анализ частоты появления   нежелательных явлений, зарегистрированных в клинических исследованиях и терапевтической практике применения антибактериальных средств, позволяет оценить значение индигенной микрофлоры. Появление таких нежелательных явлений, как  диарея (6-10%) и колиты, включая, псевдомембранозный и геморрагический, показывает, что все микробиоценозы человека подвергаются серьезному деструктивному воздействию. Естественно, ингибирование роста и лизис клеток происходит только у чувствительной части популяции, резистентные микроорганизмы в составе микробиоты продолжают размножаться и даже получают селективные преимущества. В данном обзоре на примере антибиотиков, представляющих различные группы антибактериальных препаратов: бета-лактамы, макролиды и фторхинолоны,  мы рассмотрим данные тех исследований, в которых на экспериментальном материале анализируется состояние и видовой состав  микробиоты  на фоне антибиотикотерапии и в различные сроки после отмены препарата.

 

Беталактамы: действие на микрофлору ЖКТ амоксициллина/амоксиклава

Амоксициллин относится к группе синтетических пенициллинов широкого спектра действия, по химической структуре - 4-гидроксильный аналог ампициллина. У чувствительных бактерий в стадии активного роста амоксициллин ингибирует биосинтез мукопептидов клеточной стенки, вызывает лизис и гибель микроорганизмов. Проявляет бактерицидную активность в отношении аэробных грамположительных микроорганизмов: Staphylococcus spp., исключая штаммы-продуценты  бета-лактамаз, Streptococcus spp., включая Streptococcus pneumoniae, Streptococcus faecalis, аэробных грамотрицательных микроорганизмов (Neisseria meningitidis, Proteus mirabilis, Neisseria gonorrhoeae, Haemophilus influenzae, Escherichia coli, а также некоторых штаммов Salmonella, Klebsiella, Shigella и Helicobacter pylori).  Амоксициллин не активен в отношении индолположительных штаммов протея (P.rettgeri, P.vulgaris), Enterobacter spp., Pseudomonas spp., Serratia spp., Morganella morganii. К амоксициллину резистентны  риккетсии, вирусы, микоплазмы. Амоксициллин разрушается под действием бактериальных бета-лактамаз и таким образом спектр активности одного амоксициллина не включает микроорганизмы,  продуцирующие указанные ферменты [4]. Амоксиклав (Lek, Словения) представляет собой комбинацию амоксициллина и клавулановой кислоты. Клавулановая кислота является бета-лактамом, структурно связанным с амоксициллином, ингибирует бактериальные бета-лактамазы, защищая антибиотик от инактивации и расширяя спектр активности амоксициллина.  Без антибиотика клавулановая кислота не оказывает клинически значимого антибактериального действия.  На фоне терапии амоксициллином/амоксиклавом часто возникают нежелательные явления со стороны ЖКТ: потеря аппетита, тошнота, рвота, диарея, боли в животе, гастрит, стоматит, глоссит,  геморрагический колит (может, развиться после терапии), энтероколит, псевдомембранозный колит, и т.д. Иногда после терапии антибиотиком или во время лечения развивается кандидоз, наблюдаются и другие виды суперинфекции. Эти нежелательные явления косвенным образом указывают на значительные нарушения микробной ассоциации в кишечнике, и снижение протективной функции микробиоты в отношении условно-патогенных микроорганизмов. Ниже мы рассмотрим ряд экспериментальных и клинических исследований, в которых дана оценка негативным воздействиям амоксициллина/амоксиклава на микроэкологию ЖКТ.

Lode et al., [5] на здоровых добровольцах изучили влияние амоксиклава на состояние микробиоценоза толстой кишки. В течение 7 дней 12 здоровых добровольцев ежедневно принимали 1000 мг амоксиклава. При анализе состава микробной ассоциации толстой кишки после окончания приема антибиотика установлено существенное нарастание количества энтерококков и E. coli, в то время как популяция анаэробов в значительной степени подавлялась. Количество бифидобактерий, лактобацилл и клостридий в фекальной микрофлоре было заметно снижено.  Вместе с тем были изолированы штаммы C. difficile у 3 добровольцев из 12. Авторы исследования заключают, что подобно линезолиду, амоксиклав не элиминирует грампозитивные бактерии. В другой группе волонтеров, получавших 500 мг амоксициллина 3 раза в день (1500 мг/сут) в течение 7 дней, произошла колонизация толстого кишечника амоксициллин-резистентными штаммами E. coli, Klebsiella, и Enterobacter  [ 6 ]. Кроме того,  у шести из 10 добровольцев были выделены штаммы энтеробактерий с высокой β-лактамазной активностью.

Lambert-Zechovski et al., [7] сравнили негативное влияние на кишечную микрофлору амоксициллина в комбинации с клавулановой кислотой при двух способах введения: энтеральном и внутривенном. В исследовании были изучены образцы фекальной микрофлоры, полученные от 11 детей в возрасте от 8 месяцев до 4 лет с различными заболеваниями. Семи пациентам давали амоксициллин с клавулановой кислотой энтерально, а  четырем - в форме внутривенных инъекций. Более значительные отклонения в составе кишечного микробиоценоза были зарегистрированы при энтеральном приеме антибиотика в сравнении с внутривенным введением. После проведенной антибиотикотерапии в фекальной микрофлоре детей был зарегистрирован избыточный рост бактерий рода Klebsiella, а также штаммы E. coli, резистентные к ампициллину. Авторы, ссылаясь на собственные наблюдения, считают значительное размножение клебсиелл в кишечнике детей симптомом, характеризующим повышенный риск развития бактериальной транслокации и вторичной септицемии. Кроме того, в содержимом кишечника присутствовал штамм  Serratia marcescens, резистентный к амоксициллину. Другие представители микробиоты, выделенные от больных виды аэробных и анаэробных бактерий, в количественном отношении изменились незначительно. У двух детей после окончания антибиотикотерапии изолированы штаммы дрожжей. В заключение авторы считают необходимым отдельно изучить феномен избыточного роста клебсиелл в кишечнике детей на фоне приема амоксициллина с клавулановой кислотой.

Группа французских исследователей Marie Claude Barce et al., [ 8 ]  экспериментально изучали проблему взаимодействия амоксиклава и кишечной микрофлоры на гнотобионтах мышей  линии C3H (INRA, Jouy en Josas, France). Безмикробных мышей содержали в стерильных условиях, кормили стерильной пищей и водой. 12 мышей в возрасте 8-ми недель внутрижелудочно инокулировали 0,5 мл суспензии фекалий популяции мышей INRA, поддерживающих кишечную микрофлору человека. Одна группа из шести мышей в течение 7 дней энтерально через зонд получала раствор амоксиклава в дозе 150 мг/кг объемом 0,4 мл. Шесть контрольных мышей аналогичным образом в течение 7 дней получали солевой раствор. Фекалии каждой мыши ежедневно собирали для молекулярного анализа микрофлоры, и на 2,4,9,11 и 14 дни проводили подсчет анаэробной части микрофлоры. Фекалии извлекали, взвешивали и разводили в течение 10 мин в анаэробной камере, подсчет содержания бактерий в 1,0 г проводили по методу Raibaud et al. [9]  и выражали в log10. Группы бактерий, доминирующие в пробах фекалий человека и ассоциированные с использованной мышиной моделью, количественно анализировали методом флюоресцентной гибридизации in situ (FISH) в комбинации с проточной цитометрией, используя специфические 16S rRNA олигонуклеотидные праймеры, разработанные для следующих родов: Eubacteria, Bacteroides-Porphyromonas-Prevotella, Clostridium coccoides-Eubacterium rectale, Faecalibacterium prausnitzii, Clostridium histolyticum, Lactobacillus-Enterococcus, a также семейства Enterobacteriaceae и рода Bifidobacterium.  Использованный подход, по мнению авторов, является  оптимальным для оценки состояния фекальной микрофлоры на фоне терапии амоксиклавом, так как FISH можно использовать на неделящихся клетках. В результате подсчета тотальной микрофлоры в пробах фекалий контрольных мышей было показано стабильное состояние микробиоты: 2.4 × 1010 ± 1.4 × 1010 КОЕ/г. Для мышей, получивших амоксиклав, аналогичные показатели были также стабильны: 4.7 × 1010 ± 1.7 × 1010 КОЕ/г. По результатам анализа 338 проб методом FISH сравниваемые показатели для 100 000 событий у контрольных мышей - 67.3% ± 2.6% и обработанных антибиотиком - 69.1% ± 2.9%. Различия между группами при использовании двух методик несущественны и показывают, что обработка антибиотиком не снижает общее содержание микроорганизмов в пробах. Однако четко замечено перераспределение видов в составе микробиоты. Выявлено статистически значимое снижение видов C. coccoides, которое у контрольных мышей было стабильным (от 40.7% ± 1.6% до 45.6% ± 2.8%), а в группе мышей, получивших амоксиклав, драматически снизилось со второго дня и оставалось на низком уровне (3.9% ± 0.8%) до конца обработки. Когда введение антибиотика остановили было выявлено, что на 14 день уровень C. coccoides повысился до 17.7% ± 4.7%. В группе контрольных мышей наблюдали стабильный уровень Bacteroides (35.9% ± 4.3%), в то время как  у обработанных антибиотиком животных он повышался с первого дня и достиг 58.5% ± 0.4.5% к шестому дню обработки. С  9 дня уровень Bacteroides снизился до исходного уровня. Можно заключить, что амоксиклав нарушает баланс доминантной анаэробной кишечной микрофлоры. Очень чувствительными к антибиотику оказались C. сoccoides, в то время как представители Enterobacteriaceae,  не определявшиеся у контрольных мышей, появились у животных со 2 дня обработки амоксиклавом. На 8 день, когда антибиотик отменили, количество энтеробактерий снизилось, а к 11 дню эксперимента они перестали определяться. Авторы считают, что амоксиклав способствует появлению резистентных форм энтеробактерий.

Фузобактерии вида Fusobacterium prausnitzii и C. histolyticum регистрировали в контрольной группе мышей в 1.3% ± 2.1% и 0.4% ± 0.4% соответственно. В пробах обработанных животных с момента начала и до окончания введения антибиотика фузобактерии не определялись. Это означает, что амоксиклав полностью ингибирует рост данных видов бактерий. Примечательно, что в пробах, полученных через день после окончания введения антибиотика и до 14 дня исследований, уровень этих видов в микробиоте восстановился до уровня контроля.  К сожалению, Bifidobacterium and Lactobacillus-Enterococcus зонды при использованной методике не давали адекватных сигналов у контрольных и опытных мышей, поэтому их содержание в микробиоте на мышиной модели оценить не удалось.

 Таким образом экспериментально показано влияние амоксициллина/амоксиклава на соотношение анаэробных доминантных видов бактерий микрофлоры мышей INRA, поддерживающих типичные для человека микробные ассоциации. Использованный для оценки состава микробиоценоза методический подход реализован в нескольких исследованиях на добровольцах [11,12,13,14]. В этих работах большинство доминантных групп микроорганизмов, определяемых методом FISH, были C. coccoides, которые присутствовали в фекальной  микрофлоре добровольцев в 22% [13],  29% [11], 36% [14],  22.8% [12], и группа Bacteroides, уровень которых был 17% [14],  9% [13],  и 20% [11], соответственно. В литературе не удалось найти сообщений о том, что под влиянием амоксициллина/амоксиклава в фекальной микрофлоре добровольцев или больных происходит драматическое падение содержания C. coccoides, или одновременное повышение в группе  Bacteroides-Porphyromonas-Prevotella.  Фузобактерии F. prausnitzii, регистрируемые методом FISH в фекальной микрофлоре добровольцев, являются самой представительной группой и составляют 17% по данным Rochet et al. [14], 11% по Rigottier-Gois et al. [13], и от  5 до 28%, согласно исследованию Suau et al. [16]. В то время как группа Bifidobacterium и Lactobacillus в фекальной микрофлоре здоровых добровольцев, представленная по результатам тотальной бактериальной rRNA методом FISH, составляет менее чем 1,0 и 0.6%, соответственно. К сожалению, факультативная анаэробная микрофлора семейства  Enterobacteriaceae методом FISH не может быть выявлена в нормальной микрофлоре [10,12,13,15]. Однако Lode et al. [12] традиционным культуральным методом показали, что титр бактерий Escherichia coli  нарастает, в то время как количество бифидобактерий, лактобацилл и клостридий неуклонно снижается. По основным показателям результаты анализа кишечной микрофлоры, полученные на мышиной модели, совпадают с результатами экспериментов с амоксиклавом на здоровых добровольцах.  Клиническое использование амоксиклава в терапии инфекций дает возможность продемонстрировать драматическое подавление роста в группе C. coccoides- E. rectal, в то время как в группе Bacteroides-Porphyromonas-Prevotella и группе Enterobacteriaceae  количество бактерий повышается, даже если суммарно микрофлора в количественном отношении не изменяется.   

Meddah Т. et al. [17] изучали влияние амоксиклава на представителях  доминантных видов микробиоты в валидированой искусственной системе «Vitrosim», симулирующей экосистему желудочно-кишечного тракта человека.

Прибор позволяет моделировать состояние микробиоты человека на различных уровнях ЖКТ:  в тонком кишечнике, восходящей и нисходящей ободочной кишке и т.д.  Данные, полученные in vitro, сравнивали с результатами обследования трех добровольцев. В сосуды системы «Vitrosim» добавляли 750 мг амоксиклава 2 раза в день в течение 3 дней и изучали состояние микрофлоры. Эффекты регистрировали до введения антибиотика, на фоне обработки антибиотиком (3 сутки) и на 5 сутки после отмены амоксиклава. В результате исследований было показано, что значимые изменения состава микрофлоры (p<0.05) возникают в сосудах, моделирующих экосистемы тонкого и толстого кишечника. Обработка амоксиклавом индуцировала резкое снижение лактобацилл и бифидобактерий во всех реакторах системы. Количество бактерий семейства Enterobacteria и Clostridium sp. повышалось (p<0.05), но возвращалось к исходному уровню после отмены действия антибиотика. Представители группы Bacteroides sp. в тонкой и восходящей толстой кишке не реагировали на введение амоксиклава. Авторы в оценке действия амоксиклава на экосистему, симулирующую микроэкологию ЖКТ человека in vitro в отсутствии абсорбции и метаболитов, делают обоснованный вывод о нарушении баланса микробиоценоза под действием антибиотика и совпадении полученных данных с клиническими наблюдениями на добровольцах.  

 

 Макролиды: нарушения микробиоценозов пищеварительного тракта

Антимикробный эффект макролидов у чувствительных бактерий обусловлен ингибированием синтеза белка на уровне рибосом. Как правило, макролиды оказывают бактериостатическое действие, но в высоких концентрациях способны действовать бактерицидно на стафилококки, пневмококки, возбудителей коклюша и дифтерии. Клиническое значение имеет активность макролидов в отношении грамположительных кокков и внутриклеточных возбудителей (микоплазмы, хламидии, кампилобактеры, легионеллы). Макролиды относятся к группе наименее токсичных антибиотиков. Кроме антибактериального действия  обладают иммуномодулирующей и умеренной противовоспалительной активностью. Макролиды неэффективны в отношении микроорганизмов, имеющих природную резистентность к эритромицину [9,11]. Известна перекрестная устойчивость микроорганизмов к макролидам и линкозамидам. Госпитальные штаммы пневмококка, резистентные к пенициллину, как правило, устойчивы и к макролидам. Метициллинрезистентные штаммы стафилококка устойчивы ко всем макролидам. В отличие от грамположительных микроорганизмов развития приобретенной устойчивости к макролидам не выявлено у H. influenzae, M. catarrhalis и внутриклеточных возбудителей (микоплазм, хламидий, легионелл).

Кларитромицин

В оценке влияния кларитромицина на анаэробную микрофлору кишечника нет единого мнения. В исследованиях Brismar et al. [18].  и Edlund et al. [19] показано подавление роста отдельных видов анаэробов кишечника  без ущерба для тотальной анаэробной микрофлоры ЖКТ в результате терапии кларитромицином. Позднее, в другом  исследовании Edlund et al., [20] установили серьезное деструктивное действие кларитромицина на анаэробную микрофлору в целом.

Авторы изучали воздействие кларитромицина на микрофлору кишечника у 12 добровольцев, которые принимали кларитромицин дважды в день по 500 мг в течение 7 дней. Анализ фекальной микрофлоры выявил существенное снижение содержания кишечной палочки и отчетливый рост количества энтерококков, энтеробактера, цитробактера, клебсиелл и псевдомонад. Не выявлено изменений в количестве стрептококков, стафилококков, аэробных бацилл и грибов рода Candida. В анаэробной части кишечных микробиоценозов под действием кларитромицина у всех добровольцев зарегистрировано существенное подавление роста лактобацилл, бифидобактерий и клостридий. В то же время, не показано изменений, вызванных приемом антибиотика, для пептострептококков, бактероидов, вейлонелл и фузобактерий. У всех добровольцев микрофлора нормализовалась в течение 35 дней после окончания  курса кларитромицина. Кроме того, Edlund et al. [19,20] показали формирование лекарственной устойчивости к кларитромицину у изолятов Bacteroides spp., выделенных на 10 день после приема антибиотика  у 10 из 12 волонтеров. Рост резистентности к антибиотику в популяции бактероидов прогрессировал в процессе терапии от 2 до 76% исследованных штаммов.  Эти бактерии персистировали в кишечнике и сохраняли устойчивость в течение двух недель после окончания приема антибиотика, затем выделение резистентных к кларитромицину бактероидов прекратилось. В этом же исследовании сообщается и о выделении устойчивых к кларитромицину форм α-гемолитического стрептококка, энтерококков и энтеробактерий, однако повышения роста дрожжей или C. difficile не зарегистрировано.

Kurowski  et al., [21] изучал  влияние кларитромицина на вагинальную микрофлору у молодых женщин (18-45 лет). В клиническое исследование  включали только  предварительно обследованных пациенток, у которых нормальная вагинальная микрофлора  не  подвергалась предшествующей гормональной терапии, воздействию спермицидов и других факторов, негативно влияющих на вагинальную микрофлору. Всем женщинам перед приемом кларитромицина вагинально ввели бактериальную суспензию состоящую из вагинальных штаммов аэробов, анаэробов и грибов. На 4-й и 6-й неделях после начала антибиотикотерапии кларитромицином вагинальное содержимое женщин изучали бактериологически. Сравнивали результаты колонизации слизистой вагины до и после терапии кларитромицином. Было показано, что Lactobacillus, выделявшиеся до проведения терапии у 33% женщин, после курса кларитромицина не были изолированы ни в одном случае. Escherichia coli, присутствовшая в вагинальном отделяемом до приема антибиотика у 8% пациенток, после терапии выделена только у 17%.  После антибиотикотерапии энтерококки (Enterococcus) снизились с 25% до 8%, в то время как на изоляты Gardnerella vaginalis прием антибиотика влияния не оказывал. С антибиотикотерапией связана и высокая частота выделения грибов рода Candida, возросшая у пациенток с 17 до 33%. Авторы полагают, что терапия макролидами, в частности, прием кларитромицина, может быть причиной развития кандидозных вагинитов и урологических инфекций в результате снижения протективной функции нормальной вагинальной микрофлоры.

 

Азитромицин

Полусинтетический антибиотик азитромицин, второй по значению в группе макролидов, внедрен в клиническую практику в начале 90-х годов прошлого столетия.   Первый представитель подгруппы азалидов, в структуре лактонного кольца которого содержится атом азота. Трансформация молекулы эритромицина обеспечила новому препарату расширение спектра антимикробного действия,  достижение высоких концентраций в тканях и клетках, превышающих сывороточные, и другие свойства, отличающие азитромицин от представителей группы макролидов.  Сохраняя активность в отношении грамположительных кокков, азитромицин эффективнее эритромицина в отношении Haemophilus influenzae, Moraxella catarrhalis, Neisseria spp., Campylobacler jejuni, Helicobacter pylori, Borrelia burgdorferi. Менее активен препарат в отношении семейства энтеробактерий: показатели МПК90 для Salmonella, Shigella, E.coli  находятся в диапазоне 4,0-16 мкг/мл. Азитромицин  подавляет рост некоторых «атипичных» микроорганизмов, а также внутриклеточно расположенных паразитов: Chlamydia spp., и Mycoplasma spp.

Изучая влияние азитромицина на микроэкологию пищеварительного тракта, Uchino U et al., [22] исследовали влияние стандартного курса перорального приема азитромицина на микрофлору шести здоровых добровольцев. Каждый пациент получал 500 мг азитромицина один раз в сутки в течение 3 дней. Содержимое стула испытуемых исследовали бактериологическими методами до приема антибиотика , а затем на 1, 7, 14  и  28 сутки после окончания приема курсовой дозы антибиотка.  После приема азитромицина  было зарегистрировано незначительные подавление количества аэробных бактерий в составе фекальной микрофлоры, кроме того  выявлено снижение общего количества бактерий в кишечном содержимом. На 14 день после окончания приема азитромицина в пробах добровольцев выявлено снижение анаэробной части микробиоты, при этом авторы исследования наблюдали индивидуальные особенности снижения тех или иных видов анаэробов. Было показано существенное подавление количества бифидобактерий (Bifidobacterium) практически у всех включенных в эксперимент добровольцев. В одном случае из шести, на 28 день обследования, в материале от пациента выделен штамм Clostridium difficile, без  клинических признаков ассоциированной диареи. Данные, полученные авторами, подтверждают обоснованность рекомендаций FDA по внесению изменений в инструкцию по медицинскому применению азитромицина (Зитромакс, Zithromax), опубликованных в 2010 г, и касающихся побочных явлений со стороны ЖКТ [23].

В обзоре Matute et al. приведены результаты двойного слепого плацебо контролируемого исследования по оценке влияния трехдневного курса азитромицина и семидневного курса кларитромицина на состояние нормальной микрофлоры ротовой полости и желудочно-кишечного тракта у здоровых добровольцев [24]. В клиническое исследование были включены 18 здоровых добровольцев в возрасте 18-65 лет с нормальными биохимическими показателями крови. Волонтеры рандомизированы в 3 группы, получавшие трехдневный курс азитромицина (n=6), семидневный курс кларитромицина (n=6) и плацебо (n=6).   Для бактериологического исследования кишечное содержимое (1,0 г) помещали в среду для транспортировки и доставляли в микробиологическую лабораторию в анаэробных условиях. Забор материала из ротоглотки проводили стерильными тампонами. Выделение чистых культуры микроорганизмов проводили на разных селективных средах как в аэробных, так и в анаэробных условиях. Аэробные бактерии выделяли, используя стандартные методики. Идентификация анаэробов ограничивалась выявлением грамположительных и грамотрицательных палочек и кокков. Для обнаружения цитотоксинов клостридий (Clostridium difficile) использовали клеточную линию Vero. Для определения чувствительности грамотрицательных аэробных бактерий и стафилококков к антибиотикам использовали автоматизированную систему Витек (Bio Merieux). Для определения чувствительности к антибиотикам других аэробных бактерий использовали метод Kirby-Bauer.

Анализ влияния макролидов на орофарингеальную микрофлору показал, что   использование азитромицина и кларитромицина дает минимальные изменения аэробных микроорганизмов слизистой ротовой полости и глотки. Концентрация стрептококков в ротовой полости обследованных добровольцев не изменялась,   не было также избыточного роста грибов или колонизации ротовой полости грамотрицательными бактериями. Отмечено транзиторное появление энтеробактерий  (E. coli и K. oxytoca)  у  одного пациента, обследованного при приеме азитромицина, и еще одного, принимавшего кларитромицин, а также  появление неферментирующих микроорганизмов (Aeromonas spp.)  у одного добровольца при приеме кларитромицина. Колонизация ротовой полости S.aureus отмечалась спорадически у одного пациента, принимавшего кларитромицин, и у 2 пациентов из группы плацебо. Все обнаруженные штаммы стафилококка были чувствительны к макролидам.  

В отношении кишечной микрофлоры показано, что сразу после приема антибиотиков резко снижается количество энтеробактерий, особенно кишечной палочки. Снижение зарегистрировано у всех пациентов, принимавших  азитромицин и кларитромицин. На 21-й день наблюдения уровень энтеробактерий кишечника восстановился до исходного. Общее количество анаэробных бактерий не менялось в течение всего периода  наблюдений, также,  как количество энтерококков и грибов рода Candida.

У двух пациентов, принимавших кларитромицин, выявлены штаммы кишечной палочки с более высоким уровнем резистентности к амоксициллину, ципрофлоксацину и триметоприму/сульфаметоксазолу, однако аналогичные штаммы изолированы и от трех пациентов в группе плацебо. В группе азитромицина резистентные штаммы энтеробактерий отсутствовали. Авторы делают заключение о том, что при приеме макролидов, азитромицина и кларитромицина не возникает клинически значимых изменений орофарингеальной микрофлоры или колонизации слизистой оболочки условно-патогенными грибами. Азитромицин и кларитромицин транзиторно снижают общее количество аэробных грамотрицательных бактерий в кишечном содержимом, однако их уровень восстанавливается до исходного в течение 3 недель. Авторы также считают, что макролиды не оказывают существенного влияния на анаэробную микрофлору кишечника, однако методология исследований и количество добровольцев не дают оснований для подобных заключений.

 

 Фторхинолоны: ингибирование микрофлоры ЖКТ

Ципрофлоксацинантимикробный препарат широкого спектра действия из группы фторхинолонов. Ингибирует бактериальные топоизомеразы II (ДНК-гиразу) и IV, ответственные за процесс суперспирализации хромосомной ДНК, нарушает синтез ДНК, рост и деление бактерий, вызывает выраженные морфологические изменения и быструю гибель бактериальной клетки. Действует бактерицидно на грамотрицательные организмы в периоде покоя и деления (т.к. влияет не только на ДНК-гиразу, но и вызывает лизис клеточной стенки), на грамположительные микроорганизмы - только в период деления. Ципрофлоксацин активен в отношении грамотрицательных аэробных бактерий: Escherichia coli, Salmonella spp., Shigella spp., Citrobacter spp., Klebsiella spp., Enterobacter spp., Proteus mirabilis, Proteus vulgaris, Serratia marcescens, Hafnia alvei, Edwardsiella tarda, Providencia spp., Morganella morganii, Vibrio spp., Yersinia spp., Haemophilus spp., Pseudomonas aeruginosa, Moraxella catarrhalis, Aeromonas spp., Pasteurella multocida, Plesiomonas shigelloides, Campylobacter jejuni, Neisseria spp.; внутриклеточных возбудителей: Legionella pneumophila, Brucella spp., Chlamydia trachomatis, Listeria monocytogenes, Mycobacterium tuberculosis, Mycobacterium kansasii, Mycobacterium avium-intracellulare; грамположительных аэробных бактерий: Staphylococcus spp. (Staphylococcus aureus, Staphylococcus haemolyticus, Staphylococcus hominis, Staphylococcus saprophyticus), Streptococcus spp. (Streptococcus pyogenes, Streptococcus agalactiae). Большинство стафилококков, устойчивых к метициллину, устойчивы и к ципрофлоксацину.  Концентрация ципрофлоксацина в некоторых жидкостях организма и тканях может превышать его концентрацию в крови. Содержание  в тканях  в  2-12 раз выше, чем в плазме. Терапевтические концентрации достигаются в слюне, миндалинах, печени, желчном пузыре, желчи, кишечнике, органах брюшной полости и малого таза, матке, семенной жидкости, ткани предстательной железы, эндометрии, фаллопиевых трубах и яичниках, почках и мочевыводящих органах, лёгочной ткани, бронхиальном секрете и т.д.

В исследованиях на добровольцах фторхинолоны проявляют селективное действие на индигенную микрофлору кишечника, в значительной мере подавляя рост и размножение представителей семейства  энтеробактерий, которые в результате терапии фторхинолонами полностью элиминируют из кишечника. Edlund and Nord  [25], суммируя данные нескольких исследований действия фторхинолонов (ципрофлоксацин, офлоксацин и др.) на орофарингиальную и интестинальную микрофлору пациентов, показали, что все препараты группы слабо действуют на микрофлору ротовой полости и глотки. Вместе с тем, они активно подавляют грамнегативную аэробную интестинальную микрофлору. Грампозитивная часть микрофлоры кишечника ингибируется значительно слабее. Анаэробная интестинальная микрофлора почти не страдает. Изолировать резистентные к фторхинолонам штамы кишечных бактерий удавалось редко, хотя величины MIC ципрофлоксацина для анаэробных бактерий значительно возросли после приема препарата.  Авторы не считают кандидозную суперинфекцию большой проблемой при назначении фторхинолонов. Одновременно они отмечают высокие концентрации ципрофлоксацина,  которые достигают 100–2200 мкг/г,  в фекалиях пациентов. Авторы предлагают  использовать фторхинолоны для селективной деконтаминации и терапии острых кишечных инфекций. 

По мнению ряда исследователей [25,26] существует корреляция микробиологических данных, характеризующих  чувствительность к фторхинолонам анаэробных бактерий in vitro, и эффектов в отношении анаэробных бактерий интестинальной микрофлоры, выявленных в клиническом материале у здоровых добровольцев. Первые фторхинолоны, такие как ципрофлоксацин или офлоксацин, реже ассоциируются с развитием псевдомембранозного колита в результате суперинфекции C. difficile.

Golledge et al. [27] обследовали 213 пациентов, получавших монотерапию ципрофлоксацином по различным поводам, ни у одного из 44 больных с осложнениями в форме диареи не были выделены C. difficile или токсины клостридий. В противоположность, в другом недавно проведенном клиническом исследовании случай-контроль, была продемонстрирована закономерность диагностирования у пациентов C.difficile- ассоциированной диареи и предшествующей терапии фторхинолонами [28]. В этом исследовании выводы подтверждали с помощью мультивариантного анализа, включавшего: использование ципрофлоксацина в качестве фактора риска, гендерные различия пациентов, возраст и время пребывания в стационаре.

В аналогичном исследовании случай-контроль Muto et al. [29] показана зависимость возникновения вспышки C. difficile-ассоциированной диареи от частоты назначения левофлоксацина. Большинство клинических штаммов клостридий, выделенных на вспышке, характеризовались высоким уровнем устойчивости не только к левофлоксацину, но и новым фторхинолонам.

Ретроспективный мультивариантный анализ историй болезни в Центре Ветеранов позволил McCusker et al., [30]  сделать заключение о том, что назначение фторхинолонов – серьезный фактор риска возникновения осложнений, связанных C. difficile-ассоциированной диареей. Однако в клиническом исследовании по сравнительной терапии внутрибольничных инфекций нижних дыхательных путей левофлоксацином и бета-лактамом [31] частота осложнений, связанных с C. difficile-ассоциированной диареей в группе левофлоксацина, была - 2.2% (11 из 490), а в группе пациентов, получавших амоксиклав - 5.6% (25 из 448).

Khan and Cheesbrough [32] оценили частоту выявления случаев C. difficile-ассоциированной диареи у больных пневмонией и сепсисом как 0.34 на 1000 койко-дней пребывания пациентов в госпитале. Все пациенты получали терапию левофлоксацином по основному заболеванию в предшествующий год. Во время недавней эпидемии кишечной инфекции в Квебеке (Канада), вызванной гипервирулентным штаммом C.difficile, терапия фторхинолонами оценивалась специалистами как основной фактор риска C. difficile-ассоциированной диареи [33]. Более того, штамм возбудителя оказался высоко резистентным (MIC- 32 µg/mL) к ципрофлоксацину, левофлоксацину, гатифлоксацину и моксифлоксацину [34]. Об аналогичной вспышке C. difficile-ассоциированной диареи, вызванной резистентными к фторхинолонам штаммами клостридий, сообщалось из США [35].

 Órla O'Sullivan, Mairéad Coakley et al. [36] изучали изменения в составе дистальной микрофлоры (толстый кишечник) у пожилых больных, различные сроки получавших антибиотикотерапию фторхинолонами (ципрофлоксацин и моксифлоксацин), бета-лактамами (амоксициллин, амоксиклав) и макролидами (кларитромицин). Культуральным методом, а также молекулярными методами секвенирования ДНК области V4 гена 16S rRNA (West Sussex, UK) было показано, что количество Bifidobacterium spp. в составе фекальной микрофлоры резко снижается в результате антибиотикотерапии (7-кратное снижение, P?=?0.004), в то время как лактобациллы Lactobacillus spp. и представители семейства Enterobacteriaceae существенно не меняются в количественном отношении.  Профиль микробиоты пациентов, сделанный по оценке 9 доминантных видов бактерий, существенно изменился, включая повышение количества лактобацилл Lactobacillus spp. (P?=?0.031), а также существенное снижение количества видов бактерий, присутствовавших в образцах от 58 больных, принимавших антибиотики, в сравнении с 79 субъектами, которым антибиотики не назначали. Наибольшие изменения микробиоты были зарегистрированы в случаях назначения фторхинолонов, самые значительные зарегистрированы для вида Faecalibacterium spp. (P?<?0.001). Авторы  считают необходимым назначение пробиотиков и пребиотиков пожилым пациентам, получавшим длительные курсы антибиотикотерапии препаратами, подавляющими синтез нуклеиновых кислот (ципрофлоксацин, моксифлоксацин) и вызывающими значительные нарушения кишечной микроэкологии. Ципрофлоксацин наиболее известный представитель группы фторхинолонов и широко используется в инфекционной патологии.   

Kourbeti  et al., [37] описали случай воздействия антибиотика на облигатную анаэробную микрофлору толстой кишки у пациента, длительно получавшего терапию высокими дозами ципрофлоксацина по поводу остеомиелита тазовых костей. Штамм Pseudomonas aeruginosa, выделенный от больного, оказался чувствительным к ципрофлоксацину. Пациент в течение нескольких недель лечился внутривенными инфузиями, а затем был переведен на высокие дозы ципрофлоксацина перорально и принимал антибиотик в течение месяца. Бактериологическая оценка штаммов бактерий, выделенных от больного через месяц после окончания терапии, показала чувствительность к ципрофлоксацину. Грамнегативная часть кишечной микрофлоры полностью восстановилась и была чувствительной к ципрофлоксацину. В стуле пациента несколько повысился уровень дрожжей, однако резистентные энтерококки не были обнаружены. Описанный случай подтверждает, что длительная терапия ципрофлоксацином в  высоких дозах может быть безопасной в плане избыточного роста анаэробов и резистентных энтерококков, а также колонизации толстой кишки грамнегативными  аэробными представителями семейства Enterobacteriaceae.

Действие перорального приема ципрофлоксацина на аэробную грамнегативную фекальную микрофлору изучали на больных с циррозом печени, которые получали антибиотик как средство профилактики перитонита [38]. В исследование было включено 29 больных с циррозами, разделенных на 4 группы с различным режимом приема ципрофлоксацина:

- 6 больных получали 500 мг в день ежедневно в течение 2 недель;

- 6 больных получали 1000 мг два раза в неделю в течение 2 недель;

- 6 больных получали 1000 мг один раз в неделю в течение 2 недель;

- 11 больных получали 1000 мг один раз в неделю в течение 12 недель;

Количественный анализ грамнегативной фекальной микрофлоры пациентов выполняли до приема антибиотика, на первой и второй неделях терапии, а при длительном приеме, на 4, 8 и 12 неделях.

В результате исследования показано, что полная эрадикация грамнегативной аэробной микрофлоры выявлена  у 4 больных из 6 в первой группе, у 1 из 6 во второй и третьей группах, а также у 2 из 11 больных при длительном приеме ципрофлоксацина в течение 12 недель.  Дополнительно в материале от 4 пациентов с цирозами были выделены резистентные к ципрофлоксацину штаммы E.coli, случаев вторичной клостридиозной инфекции не наблюдали. Авторы делают обоснованный вывод о том, что однократный еженедельный прием ципрофлоксацина не ведет к селективной деконтаминации.

Резюмируя изложенное, можно заключить, что терапия фторхинолонами вызывает серьезные нарушения кишечной микрофлоры и создает условия для развития вторичных инфекций, в частности, C. difficile-ассоциированной диареи и псевдомембранозного колита. Вторичные инфекции могут быть вызваны резистентными к антибиотикам штаммами клостридий, а также другими видами аэробных и анаэробных бактерий, например, ванкомицин-резистентными энтерококками [39].

Как представитель фторхинолонов – левофлоксацин разрушает бактерии, действуя на   ферменты класса топоизомераз – ДНК–гиразы и топоизомеразы IV. Это нарушает суперспирализацию и сшивку разрывов ДНК, ингибирует синтез ДНК, вызывая глубокие морфологические изменения в цитоплазме, клеточной стенке и мембранах бактерий. Действие левофлоксацина на микроэкологию желудочно-кишечного тракта  аналогично другим хинолонам.

George Samonis et al., считают антибиотикотерапию фторхинолонами – основной причиной, по которой происходят нарушения состава кишечных микробиоценозов и замещение полезной микрофлоры на условно-патогенную [40 ]. Они изучали проблему колонизации толстого кишечника грибами рода Candida и грамнегативными аэробными бациллами в ответ на лечение левофлоксацином и моксифлокацином, которыми  лечат респираторные инфекции и вызванные анаэробными патогенами. Авторы наблюдали 30 пациентов, которые получали монотерапию левофлоксацином или моксифлоксацином в течение 8-10 дней по поводу различных инфекций. Левофлоксацин принимали 15 пациентов по 500 мг в день, еще 15 больных принимали моксифлоксацин по 400 мг однократно в сутки. Количественное определение грибов рода Candida в кишечном содержимом начали до приема антибиотиков, немедленно после окончания терапии и через неделю после отмены лечения. Идентификацию и изоляцию штаммов грибов в пробах фекалий проводили на среде Сабуро и с помощью автоматической системы API 20C AUX system (BioMérieux, Marcy l' Etoile, France). Оба антибиотика резко повысили содержание кандид в стуле пациентов. Кандидозы были диагностированы у 12 из 15 в случае левофлоксацина и 14 из 15 пациентов при назначении моксифлоксацина. Грибы рода Candida определяли в количестве 1.8 log10 КОИ/г у пациентов после лечения левофлоксацином  и 1.2 log10 КОИ/г у пациентов после приема моксифлоксацина. Повышение количества грибов в пробах фекалий после антибиотикотерапии сохранилось при обследовании пациентов через неделю и было статистически достоверно (P < 0.001). Авторы объясняют полученные данные высокой активностью фторхинолонов против анаэробов in vitro и считают свои наблюдения основанием для подтверждения этой активности in vivo. Авторы считают значительными риски осложнений, связанных с системными микозами у пациентов, принимающих фторхинолоны. 


 Линкомицин и грампозитивная микрофлора  кишечника

Антибиотик группы линкозамидов линкомицин у чувствительных бактерий подавляет синтез белка  на уровне 23S и 50S субъединиц рибосом ингибируя транспептидазы и раннюю элонгацию полипептидных цепей. Эффективен в отношении грамположительных микроорганизмов (Staphylococcus spp., Streptococcus spp., в т.ч. Streptococcus pneumoniae, Corynebacterium diphtheriae), некоторых анаэробных спорообразующих бактерий (Clostridium spp.) и грамотрицательных анаэробов (Bacteroides spp., Mycoplasma spp.). Линкомицин и клиндамицин обладают перекрестной резистентностью. Антибиотики группы линкозамидов клиндамицин и линкомицин известны специалистам высокой частотой случаев псевдомембразного колита (ПМК). Риск развития осложнения выше при длительном пероральном приеме антибиотиков. Существуют наблюдения о появлении признаков псевдомембранозного колита даже после однократного прием линкозамидов. Избыточное  размножение клостридий и продукция ими токсинов являются следствием дисбактериоза, возникающего, в случаях подавления антибиотиками конкурентов клостридий в  микробиоценозе толстой кишки. Псевдомембранозный колит развивается в результате действия токсинов С. difficile. Клостридии продуцируют два вида токсина: токсин А — летальный энтеротоксин, ответственный  за  кровоизлияния и секрецию жидкости в кишечнике, и токсин В — цитотоксин, обладающий цитопатическим эффектом. В патогенезе колита  важны оба токсина, однако в начальный период заболевания главную роль играет токсин А. Токсины разрушают клеточные мембраны, микрофилярии и нарушают  синтез протеина.

Enrica Canziet et al., [41] исследовала изменения микрофлоры толстой кишки и метаболизм желчных кислот у пациентов, получавших короткие курсы терапии линкомицином. В исследование были включены 10 пациентов, в возрасте от 35 до 53 лет, которые в течение предшествующих исследованию 2 месяцев не принимали антибиотики и не имели никаких симптомов нарушений деятельности кишечника. Линкомицин пациентам назначали перорально в дозе 1500 мг/сут коротким курсом 3-6 дней. Количественные и качественные изменения в микрофлоре толстого кишечника изучали по бактериологическим исследованиям фекальной микрофлоры до и после терапии линкомицином. Кроме того, исследовали способность анаэробной микрофлоры толстого кишки метаболизировать желчные кислоты. В результате исследований было установлено, что терапия линкомицином не снижает общее количество микроорганизмов в кишечном содержимом. Основные изменения касались бактерий семейства Bacteroidaceae, которые снизились на 7-8 порядков, бифидобактерии в результате антибиотикотерапии почти полностью элиминировали, значительно снизилось количества лактобацилл и колиформных бактерий. Количество анаэробных бактерии под действием линкомицина практически не изменилось. Одновременно, на основании биохимических исследований содержимого толстой кишки, было показано, что резко снизилась способность анаэробной микрофлоры толстой кишки к трансформации желчных кислот у всех пациентов, получавших линкомицин.

Buffie et al., [42] моделировали индуцированные клиндамицином глубокие изменения микробиоты толстой кишки. Авторы считают, что терапия клиндамицином предрасполагает пациентов к инфекции резистентными к антибиотикам грампозитивными штаммами Clostridium difficile, которые клинически проявляются диареей и колитами. В экспериментальном исследовании использовано  пиросеквенирование Roche-454 16S rRNA гена  для мониторинга интестинальной микрофлоры мышей, получавших клиндамицин и инфицированных штаммом C. difficile. Было показано, что только одна доза клиндамицина отчетливо снижает разнообразие видов бактерий в микробиоте на период до 28 дней, элиминируя до 90% видов бактерий в толстом кишечнике. Удаляется большинство видов микробной ассооциации, которые до введения антибиотика присутствовали в микробиоценозе в незначительных количествах. На этом фоне инфекция мышей спорами токсигенного штамма C. difficile (VPI 10463) на 4-5 день ведет к развитию острой диареи, потере веса и гибели 50% мышей. Выжившие животные с нарушениями микрофлоры сохраняли чувствительность к C. difficile в течение 10 дней после обработки клиндамицином. Купирование диареи и набор веса у этих мышей свидетельствует об активации иммунных реакций слизистой толстой кишки и элиминации возбудителя. Известно, что линкозамиды используются не только в терапии бактериальных инфекций , но и паразитарных, например, малярии, Kager et al., [43] сообщали о том, что у 10 пациентов, получавших клиндамицин в течение 7 суток, была серьезно нарушена микроэкология толстой кишки.  Те же авторы наблюдали резкое снижение грампозитивных видов бактерий (энтерококков и стрептококков), а также анаэробных бактерий после внутривенного введения 600 мг клиндамицина в течение 48 часов с 6 часовым интервалом между инъекциями. После окончания курса лечения стрептококки и анаэробные бактерии стали вновь размножаться в толстой кишке. Кроме того, у нескольких пациентов развилась вторичная инфекция, обусловленная избыточным ростом Enterococcus faecalis.  

Коррекция и восстановление энтеральной микрофлоры после антибиотикотерапии

Необходимость нормализации интестинальной микрофлоры кишечника после проведения курса антибиотикотерапии в настоящее время общепризнана.

С этой целью пациентам с дисбиозами назначают пробиотики-биологические препараты, содержащие жизнеспособные микроорганизмы - сапрофиты кишечника человека,   приготовленные на основе бифидо­бактерий  и лактобацилл, а также отдельные виды бактерий, которые в  микробиоценозе человека обычно  отсутствуют, например, Bacillus cereus  или Saccharomyces boulardii.  Пробиотики могут быть монокомпонентными, т.е. включать один вид бактерий, или многокомпонентными. Как правило, положительные эффекты на микрофлору ЖКТ оказывают: Lactobacillus sporogenes, Lactobacillus acidophilus, Lactobacillus fermentum, Bacillus coagulans,  Strepto­ и Enterococcus faecium SF68, Streptococcus termophilus, Bifidobacterium bifidum и др. Использование биопрепаратов, приготовленных на основе сапрофитных видов бактерий микробиоценоза человека, безопасно для взрослых и детей и при адекватном приеме быстро обеспечивает терапевтический эффект. Действие биопрепаратов обусловлено    способностью пробиотиков выживать в кислой среде, адгезией к эпителиоцитам слизистой оболочки кишечной стенки, способностью формировать колонии, а также продукцией бактериоцинов, подавляющих рост патогенных возбудителей инфекций и  стимуляцией иммунной системы.   Результаты многочисленных исследований подтверждают, что инфекции пищеварительного тракта могут быть предотвращены или купированы назначением пробиотических препаратов. 

 Показана высокая эффективность пробиотиков в терапии ротавирусных гастроэнтеритов, инфекций вызванных Candida albicans, а также случаев неосложненных сальмонелезов. Пробиотики считаются средством выбора при дисбиозах, обусловленных антибиотикотерапией.

Вторая группа препаратов для коррекции нарушений микроэкологии кишечника это пребиотики. Пребиотики по определению Gibson и Roberfroid, [44] это неперевариваемые пищевые ингридиенты, которые при употреблении стимулируют рост и активность одного или нескольких видов бактерий в толстой кишке и, таким образом, оказывают позитивный эффект на микрофлору кишечника. Пребиотики  не подвергаются  гидролизу  пищеварительными ферментами человека, не абсорбируются в верхних отделах пищеварительного тракта и являются селективными субстратами  для роста и/или метаболической активации  вида или  группы микроорганизмов, заселяющих толстый кишечник.
Чаще всего  этим требованиям отвечают низкомолекулярные олигосахариды. Свойства пребиотиков доказаны многочисленными экспериментами in vitro и  in vivo для   фруктоолигосахаридов (ФОС), инулина, галактоолигосахаридов  (ГОС), мальтоолигосахаридов (МОС), лактулозы, лактитола и др.  

Например, лактулоза один из наиболее известных пребиотиков. При приеме внутрь лактулоза не абсорбируется в верхних отделах ЖКТ, а в толстом кишечнике ферментируется сахаролитической микрофлорой. Это приводит к стимулированию роста бифидобактерий и лактобацилл и ингибированию размножения потенциально патогенных видов бактерий, таких как Clostridium и Escherichia coli, обеспечивая восстановление баланса кишечной флоры.

Третья группа биологических корректирующих продуктов это синбиотики. Синбиотики – это композиции пробиотиков и пребиотиков, приготовленные в рациональном соотношении.  Как правило, это  продукты функционального питания, обогащенные одним или несколькими штаммами представителей родов Lactobacillus и Bifidobacterium. Например, Бифидобак, включающий фруктоолигосахариды из топинамбура и комплекс из бифидобактерий и лактобацилл. По оценке специалистов, синбиотики не имеют преимуществ перед пробиотиками, так как содержащиеся в их составах пребиотические компоненты при попадании в кишечник утилизируются многочисленными  представителями  микрофлоры случайным образом [ 45 ].

Резюмируя сказанное, можно заключить , что арсенал средств коррекции и восстановления микроэкологии кишечника в ответ на повреждающее действие антибиотиотиков довольно значительный, однако адекватный выбор конкретного препарата в клинической ситуации трудно обосновать, из-за отсутствия бактериологических данных о состоянии микрофлоры у конкретного пациента. В клинике  показателем эффективности терапии пробиотиками и пребиотиками служит купирование диареи и элиминация условно-патогенных микроорганизмов

из содержимого кишечника.

 

Заключение

Анализ литературы по проблеме нарушений микроэкологии кишечника в результате терапии антибиотиками широкого спектра показал, что беталактамы, макролиды и фторхинолоны при использовании в терапии инфекционных больных или  исследованиях на добровольцах серьезно нарушают состояние микробиоценозов желудочно-кишечного тракта. Антибиотики с бактерицидным типом действия при курсовом назначении вызывают драматические повреждения чувствительной части микрофлоры, которые реверсируют в исходное состояние через значительные промежутки времени, иногда, годы. Макролиды, действуя бактериостатически, ингибируют рост чувствительной части популяции, однако после прекращения приема и выведения из организма возможно быстрое восстановление нормального состояния микробной ассоциации. На фоне системного действия антибиотиков подавляется рост и размножения одних видов бактерий и стимулируется рост других, резистентных к антибиотику. Изменения внутривидового баланса в микробиоценозе создают предпосылки для колонизации слизистых оболочек кишечника условно-патогенными или вирулентными штаммами возбудителей, размножение которых ведет к суперинфекции. Наиболее опасными осложнениями, связанными с суперинфекцией, признаны Clostridium difficile ассоцированные диареи и псевдомембранозный колит.  Следует признать, что серьезные осложнения, связанные с нарушением микроэкологии желудочно-кишечного тракта в результате антибиотикотерапии, особенно, препаратами широкого спектра остаются недостаточно изученными, однако известно об индукции антибиотикотрезистентности, риске переноса генов антибиотикорезистентности [6,7], антибиотик ассоциированой диареи [47], а также повышении частоты вторичных инфекций, иммуносупрессии и воспалительных реакциях слизистой оболочки желудочно-кишечного тракта. Следовательно, пока антибиотики остаются в арсенале лечебных средств по борьбе с инфекциями, необходима разработка и использование таргетных препаратов, поражающих только определенные виды патогенов и не вызывающих серьезных дисбиотических расстройств. Однако создание и внедрение таргетных антибиотиков в практику здравоохранения дело отдаленного будущего. Перспективным подходом представляется использование про и пребиотиков в случаях, когда подавление полезных видов бактерий в результате антибиотикотерапии носит драматический характер. Некоторые исследователи получили  протективный эффект для микрофлоры кишечника и снижение частоты осложнений (AAD, CDAD), используя одновременное назначение антибиотиков и пробиотиков [46], другие используют инновационные композиции, в составе которых антибиотики действуют в сочетании с пребиотиками [48]. Оба подхода заслуживают внимания, хотя прием антибиотиков вместе с пробиотиками ставит вопросы о выживаемости последних или использовании в таком сочетании резистентных к антибиотикам штаммов. Кроме того, в существующих коммерческих лекарственных формах  пробиотиков использованы лиофильно высушенные бактерии, которые для восстановления и начала размножения в кишечнике требуют 18-20 часов. В такой ситуации целесообразнее начать прием пробиотиков после окончания антибактериальной терапии.  Фармкомпозиции антибиотиков и пребиотиков (экоантибиотики) лишены указанных недостатков и имеют несомненные преимущества, связанные с быстрым неспецифическим стимулирующим эффектом пребиотиков на многочисленные виды сахаролитической микрофлоры и одновременным подавлением возбудителя инфекции. Экоантибиотики уже успешно внедряются в практику терапии инфекций у взрослых и детей. Мы полагаем, что проблема энтеральных дисбиозов, связанная с повреждением резидентной микрофлоры в процессе антибиотикотерапии, в настоящее время достаточно актуальна и должна привлекать внимание не только   клиницистов, но и исследователей.

 

 

 Литература

 

1.Sullivan, A., C. Edlund, and C. E. Nord. Effect of antimicrobial agents on the ecological balance of human microflora. 2001; Lancet Infect. Dis. 1:101-114.

 

2. Bäckhed, F., Ley, R. E., Sonnenburg, J. L., Peterson, D. A. & Gordon, J.I.  Host–bacterial mutualism in the human intestine. 2005; Science 307,1915–1920.

 

 3. В.М. Бондаренко, Б.В. Боев, Е.А. Лыкова, А.А. Воробьев. Дисбактериозы желудочно-кишечного тракта. Российский журнал гастроэнтерологии, гепатологии, колопроктологии, 1998, №1, с.66-70.

4. Brogden RN, Carmine A, Heel RC, Morley PA, Speight TM, Avery GS. Amoxycillin/clavulanic acid: a review of its antibacterial activity, pharmacokinetics and therapeutic use. Drugs 1981; 22(5):337-362.

5.Lode H, Von der Hоh N, Ziege S, et al. Ecological effects of linezolid

versus amoxicillin/clavulanic acid on the normal intestinal microflora. 2001;Scand J Infect Dis, 33:899–903.

 

6. Вrismar B, Edlund C, Nord CE.. Impact of cefpodoxime proxetil and amoxicillin on the normal oral and intestinal microfl ora. 1993b; Eur J Clin Microbiol Infect Dis, 12:714–719.

7. Lambert-Zechovski, N., E. Bingen, M C. Proux, Y. Aujard, and H. Mathieu. 1984. Influence of amoxicillin combined with clavulanic acid on the fecal flora in children. Pathol. Biol. (Paris) 32:436-438.

 8. Marie Claude Barc, François Bourlioux, Lionel Rigottier-Gois, Céline Charrin-SarnelClaire Janoir, Hélène Boureau, Joël Doré, and Anne Collignon.  Effect of Amoxicillin-Clavulanic Acid on Human Fecal Flora in a Gnotobiotic Mouse Model Assessed with Fluorescence Hybridization Using Group-Specific 16S rRNA Probes in Combination with Flow Cytometry Effect of Amoxicillin-Clavulanic Acid on Human Fecal Flora in a Gnotobiotic Mouse Model Assessed with Fluorescence Hybridization Using Group-Specific 16S rRNA Probes in Combination with Flow Cytometry Effect of Amoxicillin-Clavulanic Acid on Human Fecal Flora in a Gnotobiotic Mouse Model Assessed with Fluorescence Hybridization Using Group-Specific 16S rRNA Probes in Combination with Flow Cytometry. Antimicrob. Agents Chemother., 2004; 48(4): 1365–1368.

9. Raibaud, P., R. Ducluzeau, F. Dubos, S. Hudault, H. Bewa, and M. C. Muller. 1980. Implantation of bacteria from the digestive tract of man and various animals into the gnotobiotic mice. Am. J. Clin. Nutr. 33:2440-2447.  

10. Doré, J., A. Sghir, G. Hannequart-Gramet, G. Corthier, and P. Pochart. 1998. Design and evaluation of a 16S rRNA-targeted oligonucleotide probe for specific detection and quantitation of human fecal Bacteroides populations. Syst. Appl. Microbiol. 21:65-71. 

 11. Franks, A. H., H. J. M. Harmsen, G. C. Raangs, G. J. Jansen, F. Schut, and G. W. Welling.1998. Variations of bacterial populations in human feces measured by fluorescent in situ hybridization with group-specific 16s rRNA-targeted oligonucleotide probes. Appl. Environ. Microbiol. 64:3336-3345.

 12. Lode H., N. Von der Hoh, S. Ziege, K. Borner, and C. E. Nord. 2001. Ecological effects of linezolid versus amoxicillin/clavulanic acid on the normal intestinal microflora. Scand. J. Infect. Dis.33:899-903. 

 13. Rigottier-Gois, L., A. G. Le Bourhis, G. Gramet, V. Rochet, and J. Doré. 2003. Fluorescent hybridization combined with flow cytometry and hybridization of total RNA to analyse the composition of microbial communities in human feces using 16S rRNA probes. FEMS Microbiol. Ecol. 43:237-245.

14. Rochet, V., L. Rigottier-Gois, F. Beguet, and J. Doré. 2001. Composition of human intestinal flora analysed by fluorescent in situ hybridization using group-specific 16S rRNA-targeted oligonucleotide probes. Genet. Sel. Evol. 33:S339-S352.

 15. Suau, A., R. Bonnet, M. Sutren, J. J. Godon, G. R. Gibson, M. D. Collins, and J. Doré.1999. Direct analysis of genes encoding 16S rRNA from complex communities reveals many novel molecular species within the human gut. Appl. Environ. Microbiol. 65:4799-4807. 

16. Suau, A., V. Rochet, A. Sghir, G. Gramet, S. Brewaeys, M. Sutren, L. Rigottier-Gois, and J. Doré. 2001. Fusobacterium prausnitzii and related species represent a dominant group within the human fecal flora. Syst. Appl. Microbiol. 24:139-145. 

17. Tir touil Meddah, A.Leke, L.Hurtel, S.Delanaud, S.Stadler, T.Dupas, J. Canarelli, J.Eb, F.  P0546 Action of Amoxycillin/Clavulanate Against Intestinal Microflora: Evaluation By Simulator of Human Intestinal Microbial Ecosystem: Vitrosim. Journal of Pediatric Gastroenterology & Nutrition: June 2004 – Vol.39, p.264

 18.  Brismar, B., Edlund, C. & Nord, C. E. Comparative effects of clarithromycin and erythromycin on the normal intestinal microflora.1991; Scand J Infect Dis 23, 635–642.

19. Edlund C, Alvan G, Barkholt L, et al. Pharmacokinetics and comparative effects of telithromycin (HMR 3647) and clarithromycin on the oropharyngeal and intestinal microfl ora. 2000a; J Antimicrob Chemother, 46:741–9.

20. Edlund C, Beyer G, Hiemer-Bau M, et al. Comparative effects of

moxifloxacin and clarithromycin on the normal intestinal microflora.

2000b; Scand J Infect Dis, 32:81–5.

21. Kurowski K, Ghosh R, Singh SK, Beaman KD. Clarithromycin induced alterations in vaginal flora. Am J Ther. 2000; 7(5):291-295.

 

22. Uchino U1, Kanayama A, Hasegawa M, Kobayashi I, Muto H, Enogaki K, Matsunaga T, Ogawa M, Cyong JC, Kodama K, et al. Effects of azithromycin on fecal flora of healthy adult volunteers. Jpn J Antibiot. 1995; 48(9):1119-30.

 

23. U.S. Food and Drug Administration. Potential Signals of Serious Risks/New Safety Information Identified by the Adverse Event Reporting System (AERS) between January - March 2010.

 

24. J. Matute, С. A. M. Schurink, R. M. C. Krijnen, Florijn, A. Rozenberg-Arska, M.; Hoepelman, I. M. Double-blind, placebo-controlled study comparing the effect of azithromycin with clarithromycin on oropharyngeal and bowel microflora in volunteers. Department of Internal Medicine, Divn of Infectious Diseases and AIDS, University Medical Centre, Utrecht, The Netherlands Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2002; Jun 11;21(6):427-31.

 

25. Edlund C, Nord CE. A review on the impact of 4-quinolones on the normal oropharyngeal and intestinal human microflora. Infection 1988;16:8-12.

 

26. Spencer RC. The role of antimicrobial agents in the aetiololgy of Clostridium difficile disease. J Antimicrob Chemother 1998;41(Suppl C):21-27.

 

27.Golledge CL, Carson CF, O'Neill GL, Bowman RA, Riley TV. Ciprofloxacin and Clostridium difficile-associated diarrhea. J Antimicrob Chemother 1992; 30:1417.  

 

28. Yip C, Loeb M, Salama S, Moss L, Olde J. Quinolone use as a risk factor for nosocomial Clostridium difficile-associated diarrhea. Infect Control Hosp Epidemiol 2001; 22:572-5.

 

29. Muto CA, Pokrywka M, Shutt K, et al. A large outbreak of Clostridium difficile-associated disease with an unexpected proportion of deaths and colectomies at a teaching hospital following increased fluoroquinolone use.Infect Control Hosp Epidemiol 2005;26:273-80.

 

30. McCusker ME, Harris AD, Perencevich E, Rughmann MC. Fluoroquinolone use and Clostridium difficile-associated diarrhea. Emerg Infect Dis 2003; 9:730-3.

 

31. Rao GG, Mahankali Rao CS, Starke I. Clostridium difficile-associated diarrhea in patients with community-acquired lower respiratory infection being treated with levofloxacin compared with β-lactam-based therapy. J Antimicrob Chemother 2003; 51:697-701.

 

32. Khan R, Cheesbrough J. Impact of change in antibiotic policy on Clostridium difficile-associated diarrhea (CDAD) over a five-year period in a district general hospital. J Hosp Infect 2003; 54:104-8.

 

33. Pepin J, Saheb N, Coulombe MA, et al. Emergence of fluoroquinolones as the predominant risk factor for Clostridium difficile-associated diarrhea: a cohort study during an epidemic in Quebec. Clin Infect Dis 2005; 41:1254-60.

 

34. Loo VG, Poirier L, Miller MA, et al. A predominantly clonal multi-institutional outbreak of Clostridium difficile-associated diarrhea with high morbidity and mortality. N Engl J Med 2005;353:2442-9.

 

35.  McDonald LC, Killgore GE, Thompson A, et al. An epidemic, toxin gene-variant strain of Clostridium difficile. N Engl J Med 2005;353:2433-41.

36. Órla O'Sullivan, Mairéad Coakley, Bhuvaneswari Lakshminarayanan et al., Alterations in intestinal microbiota of elderly Irish subjects post-antibiotic therapy. J. Antimicrob. Chemother. 2012; 10.1093-99

 37.  Kourbeti Irene S Alegakis Dimitrios ESofia Maraki and George Samonis. Impact of prolonged treatment with high-dose ciprofloxacin on human gut flora: a case report. Journal of Medical Case Reports 2010; 4:111  

38. Terg R, Llano K, Cobas S M, Brotto C, Barrios A, Levi D, Wasen W, Bartellini M A. Effects of oral ciprofloxacin on aerobic gram-negative fecal flora in patients with cirrhosis: results of short- and long-term administration, with daily and weekly dosages. J Hepatol. 1998 Sep; 29(3):437-42.

 39.  Hecht DW. Prevalence of antibiotic resistance in anaerobic bacteria: worrisome developments. Clin Infect Dis 2004; 39:92-97.

40. George Samonis, Diamantis P. Kofteridis, Sofia Maraki,Dimitrios Alegakis, Elpis Mantadakis, John A. Papadakis and Achilleas H. Gikas.  Levofloxacin and Moxifloxacin Increase Human Gut Colonization by Candida Species. Antimicrob. Agents Chemother.2005; vol. 49 no.12 р 51- 89

41. Enrica Canzi, Anna Ceccarelli, Dr. Annamaria Ferrari, Edoardo Fesce, Novella Pacini. Effect of lincomycin treatment on intestinal microflora composition and its bile-acid-metabolizing activity 1985; Current Microbiology Volume 12, Issue 1, pp 1-4

42. Buffie CG1, Jarchum I, Equinda M, Lipuma L, Gobourne A, Viale A, Ubeda C, Xavier J, Pamer EG.  Profound alterations of intestinal microbiota following a single dose of clindamycin results in sustained susceptibility to Clostridium difficile-induced colitis. Infect Immun. 2012; Jan 80(1):62-7341.

43. Kager L, Liljeqvist L, Malmborg AS, et al. Effect of clindamycin prophylaxis on the colonic microflora in patients undergoing colorectal surgery. Antimicrob Agents Chemother. 1981; 20:736–40.

44. Gibson GR & Roberfroid MB.  Dietary modulation of the human colonic microbiota: introducing the concept of prebiotics. 1995; J Nutr 125,1401–1412.

45. Jürgen Schrezenmeir and Michael de Vrese.  Probiotics, prebiotics, and synbiotics—approaching a definition1–3.  Am J Clin Nutr 2001; 73 (suppl):361S–4S.

46. Johnston BC, Supina AL, Ospina M, Vohra S. Probiotics for the prevention of paediatric antibiotic-associated diarrhoea (Review) Cochrane Database of Systematic Reviews  2007; Apr 18:(2):CD004827.

47. Doron SI , Hibberd PL, Gorbach SL. Probiotics for Prevention of Antibiotic associated Diarrhea. J Clin Gastroenterol. 2008; 42(s2): 58-63.

48. Патент RU#2325166 C1 «Фармацевтическая композиция антибиотиков и лактулозы для профилактики энтеральных дисбиозов в процессе антибиотикотерапии» 2006; Авторы: Диковский А.В., Дорожко О.В.,Рудой Б.А.  

 

Поделиться информацией:
Назад к статьям
Опрос
Считаете ли Вы важным сохранить полезную микрофлору при проведении антибиотикотерапии?
EcoantibioticAvva-rusАптеки СтоличкиПолитика в отношении обработки персональных данных
Если Вы хотите пожаловаться на качество продукции, либо сообщить о побочном явлении в результате приёма лекарственных препаратов компании «АВВА РУС», Вы можете сообщить о них, предварительно заполнив форму-извещение и отправив её по электронному адресу drug.safety@avva-rus.ru, либо связавшись со специалистом по здравоохранению (например, врачом или фармацевтом) или обратившись в регуляторные органы.
Предупреждение: информация на сайте предназначена для медицинских специалистов
x
Экоантибиотик
Яндекс.Метрика